A bakteriológiai módszer alkalmazása lehetővé teszi a kórokozó tiszta tenyészetben történő izolálását a betegtől nyert anyagból, és a tulajdonságok vizsgálata alapján azonosítását. A legtöbb baktérium képes különféle mesterséges táptalajokon tenyészteni (kivéve a chlamydia és a rickettsia), ezért a bakteriológiai módszer fontos számos fertőző betegség diagnosztizálásában.
Ha pozitív eredményt kapunk, a bakteriológiai módszer lehetővé teszi az izolált kórokozó antimikrobiális gyógyszerekkel szembeni érzékenységének meghatározását. Ennek a vizsgálatnak a hatékonysága azonban számos paramétertől függ, különösen a anyaggyűjtés feltételeiés őt szállítás a laboratóriumba.
NAK NEK alapkövetelmények az anyagok kiválasztására és szállítására vonatkozó követelmények bakteriológiai kutatás, tartalmazza:
- anyag felvétele az etiotróp kezelés megkezdése előtt;
- a steril feltételek betartása az anyaggyűjtés során;
- az anyaggyűjtés technikai korrektsége;
- elegendő mennyiségben anyag;
- hőmérsékleti feltételek biztosítása az anyagok tárolására és szállítására;
- az anyaggyűjtés és a szilárd táptalajra történő vetés közötti idő minimálisra csökkentése.
Az anyagot a lehető leghamarabb, de legfeljebb 1-2 órán belül a laboratóriumba kell szállítani. Az anyagmintákat meghatározott hőmérsékleten kell tartani; különösen a normál esetben steril anyagokat (vér, agy-gerincvelői folyadék) tárolják és 37 °C-on szállítják a laboratóriumba. Nem steril anyagok (vizelet, váladék légutak stb.) címen tárolják szobahőmérséklet legfeljebb 1-2 óra vagy legfeljebb egy nap 4 °C-on (háztartási hűtőszekrény körülményei). Ha nem lehetséges a mintákat a laboratóriumba szállítani a szabályozott időn belül, akkor javasolt a kórokozók életképességének megőrzésére szolgáló szállítóközeg használata.
Vér a kutatáshoz az emelkedő testhőmérséklet időszakában, a láz kezdetekor kell a betegtől elvenni. 3-4 4-6 órás időközönként vett vérminta vizsgálata javasolt, ami a tranziens bakteriémia „kimaradásának” kockázatának csökkentése és az izolált opportunista mikroflóra etiológiai szerepének megerősítése szempontjából indokolt. a vérből, ha ez a mikroflóra több mintában kimutatható vénás vér. Felnőtteknek 10 ml, gyermekeknek 5 ml vérmintát legalább két palackba kell beoltani aerob ill. anaerob mikroorganizmusok 1:10 arányban. Az artériás vér egyszeri vizsgálata javasolt.
Vesz gerincvelői folyadék (CSF) orvos végzi, amikor lumbálpunkció 1-2 ml mennyiségben egy száraz steril csőbe. A minta azonnal a laboratóriumba kerül, ahol a vizsgálata is azonnal megkezdődik. Ha ez nem lehetséges, az anyagot több órán keresztül 37 °C-on tárolják. Jelentősen növeli az összeget pozitív eredményeket bakteriológiai vizsgálat 1-2 csepp CSF beoltásával félfolyékony tápközeget tartalmazó kémcsőbe glükózzal és Petri-csészébe „véres” agarral. Az anyag küldéséhez használjon izoterm dobozokat, melegítőpárnákat, termoszokat vagy bármilyen más olyan csomagolást, ahol a hőmérsékletet körülbelül 37 °C-on tartják.
Váladék bakteriológiai kutatáshoz steril fa spatulával 3-5 g-ot veszünk egy steril edénybe, szorosan záródó fedéllel. Az összegyűjtött anyag vizsgálatát legkésőbb 2 órával később kell megkezdeni. Ha ezen időn belül nem lehet megkezdeni a vizsgálatot, kis mennyiségű anyagot kell összegyűjteni és megfelelő szállítóközegbe helyezni. A székletgyűjtés során törekedni kell a kóros szennyeződések (nyálka, genny, hámszemcsék, stb.) esetleges vizsgálatra küldésére, kerülni kell a baktériumölő tulajdonságú vérszennyeződések anyagba kerülését.
Anyaggyűjtéshez rektális tampont (vattavéggel) lehet használni. A tampont steril izotóniás nátrium-klorid oldattal vagy szállítóközeggel (de nem olajos géllel) kell megnedvesíteni. Végbélenként 5-6 cm mélységig juttatják be, és a tampont elfordítva óvatosan távolítsák el, figyelve a széklet színének megjelenését a tamponon. A tampont száraz kémcsőbe helyezzük, ha az anyag vizsgálata 2 órán belül megkezdődik, ellenkező esetben - szállítóközegbe.
dühös vagyok(szabadon felszabaduló vizelet átlagos adagja) 3-5 ml mennyiségben a külső nemi szervek alapos tisztálkodása után steril edénybe gyűjtjük. A vizeletet célszerű reggel gyűjteni.
Epe a duodenális intubáció során a kezelőhelyiségben külön A, B és C részletben három steril csőbe gyűjtjük, az aszepszis szabályait betartva.
Gyomormosó víz steril üvegekbe gyűjtve 20-50 ml-es mennyiségben. Szem előtt kell tartani, hogy a gyomormosást ezekben az esetekben csak közömbös (nem bakteriosztatikus ill. baktericid hatás mikroorganizmusokon) oldatok – jobb forralt víz(szóda, kálium-permanganát stb. hozzáadása nélkül).
Köpet. A köhögési roham során felszabaduló reggeli köpet steril edénybe gyűjtjük. Köhögés előtt a páciens fogat mos és száját forralt vízzel öblíti ki, hogy mechanikusan eltávolítsa az ételmaradékot, a hámréteget és a mikroflórát. szájüreg.
Hörgőmosó víz. A bronchoszkópia során legfeljebb 5 ml izotóniás nátrium-klorid oldatot fecskendezünk be, majd szívjuk be egy steril csőbe.
Váladék a garatból, a szájból és az orrból. A szájüregből származó anyagot éhgyomorra vagy étkezés után 2 órával steril vattacsomóval vagy kanállal kell bevenni a nyálkahártyáról és az érintett területekről a csatornák bejáratánál. nyálmirigyek, a nyelv felszíne, fekélyektől. Ha van benne film, steril csipesszel távolítsa el. Az orrüregből származó anyagot száraz steril pamut törlővel veszik, amelyet mélyen az orrüregbe helyeznek. A nasopharynxből származó anyagot steril hátsó garat vattacsomóval veszik, amelyet óvatosan az orrnyíláson keresztül a nasopharynxbe helyeznek. Ha köhögés kezdődik, a tampont nem távolítják el, amíg a köhögés el nem múlik. A diftéria teszteléséhez az orrból és a torokból származó filmeket és nyálkát egyidejűleg vizsgálják, különböző tamponokkal levéve az anyagot.
A vizsgálati anyagot szilárd táptalajra oltjuk be speciális technikák a mikroorganizmusok egyedi kolóniáinak növekedése érdekében, amelyeket azután kiszűrnek a kórokozó tiszta tenyészetének izolálása érdekében.
Bizonyos típusú baktériumokat olyan szelektív közegek segítségével izolálnak, amelyek gátolják az idegen mikroorganizmusok növekedését, vagy olyan anyagokat tartalmaznak, amelyek stimulálják bizonyos patogén mikrobák növekedését.
Tápközegen izolált mikroorganizmusok azonosítani, azaz meghatározzák fajukat vagy típusukat. BAN BEN Utóbbi időben Az egészségügyi gyakorlatban történő azonosításhoz mikroteszt rendszereket használnak, amelyek egy sor differenciáldiagnosztikai környezetet tartalmazó panelek, amelyek felgyorsítják a kutatást. Mikroteszt rendszereket is alkalmaznak a mikroorganizmusok antimikrobiális gyógyszerekkel szembeni érzékenységének meghatározására az antibiotikum folyékony tápközegben történő hígításával.
A bakteriológiai vizsgálat eredményének értékelésekor az orvosnak figyelembe kell vennie azt negatív eredmény nem mindig jelenti a kórokozó hiányát, és összefügghet antimikrobiális szerek használatával, a vér magas mikrocid aktivitásával és technikai hibákkal. Patogén mikroba kimutatása egy páciensből származó anyagban, kapcsolat nélkül klinikai kép lábadozó, egészséges vagy átmeneti baktériumhordozás esetén lehetséges.
Opportunista mikroorganizmusok (staphylococcus epidermidis, coli), sőt a szaprofitákat is a bakteriémia megnyilvánulásának kell tekinteni, különösen, ha ezek a mikrobák egynél több anyagmintában vagy különböző szubsztrátumokban (vér, vizelet) találhatók, mivel a szervezet immunreaktivitásának csökkenésével ezek és más „ nem patogén” mikroorganizmusok lehetnek kórokozók fertőző folyamatok, beleértve a szepszist is.
Van egy bizonyos nehézség nem steril tápközeg bakteriológiai vizsgálati eredményeinek értelmezése, nevezetesen az opportunista mikroorganizmusok etiológiai szerepének bizonyítása. Ebben az esetben olyan mutatókat vesznek figyelembe, mint az izolált tenyészetek típusa, az adott típusú mikrobiális sejtek száma az anyagban, ismételt izolálásuk a betegség során, monokultúra vagy mikroorganizmus társulása.
Juscsuk N.D., Vengerov Yu.Ya.
Bakteriológiai kutatási technika. A kórokozó izolálása a vérből (vérkultúra) az korai módszer betegségek diagnosztizálása. A tífusz-paratífuszban szenvedő betegek bakteriémiája a végén jelenik meg lappangási időszakés nem tűnik el a betegség teljes lázas időszaka alatt és a visszaesések során. A bakteriológiai vizsgálat eredménye bizonyos mértékig függ az anyaggyűjtés időpontjától és a beoltott vér mennyiségétől. Minél korábban történik a vértenyésztés a betegség kezdetétől, annál nagyobb a valószínűsége a kórokozó kimutatásának. A tífusz első hetében 10 ml vért vesznek a cubitalis vénából, több késői időpontokés a visszaesések során - 20 ml.
A tanulmány első napján vért 1:10 arányban oltunk be az egyikbe folyékony közeg. A megadott arányt szigorúan be kell tartani, mivel kisebb vérhígítás mellett baktériumölő hatása miatt a mikrobák elpusztulhatnak. Az oltáshoz használjon: 10% vagy 20% epeleves oldatot, 50-100 ml-es palackokba öntve, hús-pepton levest 1% glükóz hozzáadásával, steril desztillált vizet - N. N. Klodnitsky módszere szerint, amelyben lízis történik. vörösvértestek mennyisége fordul elő, lebomlásuk termékei jót tesznek tápközeg baktériumok szaporodásához. Használhat steril csapvizet is. legjobb pontszámok anyag epelevesbe oltásával nyerik. Ha a vért a helyszínen nem lehet tenyészteni, a szérumot és a vérrögöt vagy citrátos vért (10 ml vért 2 ml 5%-os steril nátrium-citrátot tartalmazó csőbe öntve) a laboratóriumba küldik. A vérrögöt a laboratóriumban összetörik, és a felsorolt táptalajok egyikébe oltják. A palackokat 37°C-os termosztátba helyezzük.
A tanulmány második napja. A vizsgálat megkezdésétől számított 14-24 óra elteltével az anyagot Petri-csészében oltjuk be Endo táptalajra vagy táptalajra eozinnal és metilénkékkel (Levine-féle táptalaj). Nem javasolt a Ploskirev táptalaj használata vetéshez, mivel a vérben található tífusz-paratífusz bacilusok a táplálkozás típusa szerint kötelező paratrófok, és nem változtatják azonnal ezt a fajta táplálkozást metatrófra (azaz elhalt szerves szubsztrátumokra). Ezért ezen a sókat tartalmazó táptalajon epesavak, a tífuszbacilusok nagyon rosszul vagy egyáltalán nem nőnek. Ha az első beoltás után nincs baktériumszaporodás, akkor a következő oltásokat 48, 72 óra elteltével és az 5. és 10. napon végezzük. Ha a kórokozót nem sikerült elkülöníteni, nemleges választ adnak. Kétes esetekben javasolt időszakosan - 3-4 naponként - a bevetést az anyag felvételétől számított 24. napig végezni. A 7. napon még mindig nemleges választ adnak.
A tanulmány harmadik napja. Az Endo és Levin táptalajon (Endo táptalajon a kórokozó mikrobák színtelenek telepei) növesztett „gyanús” telepeket azonosítjuk, amelyekhez 2-3 telepet ferde agarra és Ressel táptalajra tenyésztünk ki.
A kutatás negyedik napja. A Ressel-féle táptalajon végzett beoltás eredményeit figyelembe vesszük és feljegyezzük, és az izolált tenyészetek morfológiai tulajdonságait Gram-festett kenetben tanulmányozzuk. A mozgékonyságot - flagella jelenlétét vagy hiányát - egy 4-6 órás húsleves tenyészetből vett függő vagy zúzott cseppben határozzuk meg. Ehhez egy agartenyészetet (egy hurkot) 1 ml enyhén felmelegített húslevesbe oltunk. A kiválasztott tenyészeteket (2-3 kémcső) mannitos, szacharózos és ferde agaros Hiss táptalajra, valamint 2 db hús-peptonleves kémcsőbe oltjuk be, amelyekben speciális hidrogénmeghatározási oldatokkal megnedvesített szűrőpapír csíkok. szulfidot és indolt (kihajtva) helyeznek a dugók alá.
A kutatás ötödik napja. A változásokat a kibontott „tarka sorban” rögzítjük. Gázképződés esetén Salmonella szérumok keverékével agglutinációs reakciót hajtanak végre. Nál nél pozitív reakció végezzen agglutinációs reakciót O- és H-szérummal, és adjon végső választ az összes jel összessége alapján.
A mielokultúra izolálását a kapott pont elvetésével végezzük csontvelő 3-5 ml steril szarvasmarha epében vagy 25-30 ml 10%-os epelevesben termosztátba helyezzük és másnap Endo vagy Wilson-Blair táptalajon szubkultúrázzuk. A jövőben a kutatás szakaszai ugyanazok.
Baktériumok izolálása a székletből. A betegség 8.-10. napjától, gyakrabban a harmadik héttől tífuszos, paratífuszos betegeknél a baktériumok a széklettel ürülnek ki. Kutatáshoz vegye be a folyékony állagú széklet utolsó adagjait, emulgeálja bele izotóniás oldat nátrium-kloriddal (1:10 arányban), és hagyjuk állni 30 percig, amíg a nagy részecskék leülepednek. A vetéshez egy csepp anyagot veszünk a folyadék felszínéről.
A vizsgálat első napján az anyagot dúsító táptalajra - epeleves, magnézium, Muller, Kaufman táptalaj - oltják be, és termosztátba helyezik. A vizsgálat második napján a dúsító táptalajt Ploskirev, Endo vagy Levin és Wilson-Blair (bizmut-szulfit-agar) tápközeggel oltjuk be a lemezekre. A vizsgálat további szakaszai ugyanazok, mint a vérkultúra izolálásakor.
A tífusz-paratífusz csoportba tartozó baktériumok vizeletből történő izolálása a legjobb a betegség második-harmadik hetétől. Az anyag felvétele előtt mossa le a külső nyílást steril izotóniás nátrium-klorid oldattal. húgycső; Nőknél jobb, ha katéterrel vesznek vizeletet. A kutatáshoz 20-30 ml vizeletet veszünk. Centrifugálás után az üledéket 2 edénybe oltjuk be Ploskirev táptalajjal vagy bizmut-szulfit agarral. A felülúszót dúsító táptalajra (10%-os epeleves) oltjuk be, és 24 órára termosztátba helyezzük, majd 2 csészébe oltjuk be az egyik választható táptalajba. Az izolált telepeket a szokásos módon azonosítjuk.
A nyombél tartalmának vizsgálata - epe. A módszert gyakrabban alkalmazzák a lábadozás szakaszában. A szondázás során az epét steril csövekbe gyűjtik. A nyombél tartalmát fiolákba oltjuk 50 ml húslevessel, és az anyag fennmaradó részét az oltásokkal együtt 37 °C-os termosztátba helyezzük. Másnap az oltást 2 csészében, sűrű differenciálközeggel végezzük. . Az izolált telepeket a leírt módszerrel azonosítjuk.
Nagyon érzékeny és ígéretes korai diagnózis A tífusz és paratífusz az immunfluoreszcens módszer, amely a betegség első napjaitól vért, a 10. naptól a székletet, a 10. naptól a nyombél tartalmát vizsgálja. normál hőmérséklet testek. A tífusz-paratífusz baktériumok specifikus fluoreszcens szérummal vannak megjelölve, amelyeket ezt követően fluoreszcens mikroszkóppal határoznak meg. A módszer lehetővé teszi a betegség diagnosztizálását a vizsgálat kezdetétől számított 10-12 órával.
A tífusz-paratífusz betegségek szerológiai diagnosztikája. A betegség második hetétől a betegek vérében specifikus antitestek jelennek meg, amelyek Widal-reakcióval határozhatók meg. Tífusz és paratífusz láz esetén O-, majd H-agglutinin halmozódik fel. A betegség lefolyása során időnként Vi-agglutinineket észlelnek, de ez utóbbiaknak a hordozókkal ellentétben nincs diagnosztikus értéke. A betegek vérében a tífusz és paratífusz kórokozójának specifikus agglutininjének meghatározása (Vidal reakció) segíthet a diagnózis felállításában, mind akut időszak betegség és lábadozás során.
Szalmonellózis esetén a Widal-reakció egy segéddiagnosztikai módszer. Emlékeztetni kell arra, hogy a betegség gyengén kifejezett immunológiai választ adó formái gyakran találkoznak. Az antibiotikumokkal kezelt betegeknél különösen gyakran alacsony agglutinin titereket figyeltek meg, még azok hiányát is.
A Widal-reakcióhoz 1-3 ml vért veszünk ujjból vagy cubitális vénából egy steril csőbe. A véralvadás felgyorsítása érdekében 30 percre termosztátba helyezzük. Az alvadt vért üvegpipettával körbejárjuk, és hűtőszekrénybe tesszük, amíg tiszta, leülepedett szérum meg nem jelenik. Az alvadékot tenyésztésre (vértenyésztésre) használják. Az agglutinációs reakciót H- és O-tífusz, A- és B-paratífusz diagnosztikával végezzük. A szérumot 1:100-tól 1:800-ig terjedő titertől kezdve a következő eljárás szerint hígítjuk. 9,9 ml steril izotóniás nátrium-klorid oldatot és 0,1 ml tesztszérumot öntünk egy kémcsőbe, hogy 1:100-as hígítást kapjunk. 5 ml, egyenként 1 ml-es hígított szérumot öntünk 4 kémcsőbe (a Widal-reakcióban felhasznált antigének számának megfelelően) és egy szérumkontrollként szolgáló kémcsőbe. A maradék 5 ml szérumból (1:100 hígítás) 1 ml-t öntünk ki, és 4 ml-hez 4 ml izotóniás nátrium-klorid oldatot adunk, és 1:200 hígítást kapunk. Az 1:200 hígításból 4 ml-t szintén 4, egyenként 1 ml-es kémcsőbe öntünk, és a maradék 4 ml-hez ismét 4 ml izotóniás nátrium-klorid-oldatot adunk, hogy 1:400-as hígítást kapjunk. Az ezt követő hígításokat (1:800, 1:1600) a leírtak szerint végezzük. 1 ml izotóniás nátrium-klorid oldatot öntünk 4 kémcsőbe, amelyek antigénkontrollként szolgálnak. Minden kémcsőbe 1-2 cseppet csepegtetünk a megfelelő diagnosztikai anyagokból, kivéve azokat, amelyek szérumkontrollként szolgálnak. A kémcsövekkel ellátott állványt felrázzuk, és 24 órára termosztátba helyezzük 37 ° C-on, a H-agglutináció (durva szemcsés) 2 óra múlva, az O-agglutináció (finomszemcsés) sokkal később következik be. A reakció intenzitását 24 óra elteltével észleljük. A Widal-reakció diagnosztikai titerét legalább 1:200 arányban hígítjuk klinikai megnyilvánulások jelenlétében.
Szem előtt kell tartani, hogy ez a reakció pozitív lehet más betegségekben - tuberkulózis, malária, brucellózis, rosszindulatú daganatokés bizonyos állapotok (terhesség). A Widal-reakció pozitív lehet egészséges egyéneknél (mindennapi reakció), beoltottaknál és korábban valamilyen betegségben szenvedőknél (anamnesztikus reakció). A Widal-reakció specifitásának növelése érdekében Fischer a szérum hígítását javasolta hipertóniás oldat nátrium-klorid (2,9 és 5,8%). Ez a csoportreakciók gyengüléséhez vagy megszűnéséhez vezet. Az agglutinációs reakció értéke növekszik az ismételt vizsgálatok során, amikor a betegség dinamikájával az antitesttiter növekedését állapítják meg. A paratífusz A esetén a Widal-reakció negatív lehet, vagy a specifikus antitestek titere kisebb, mint a csoportos antitesté.
Az elmúlt években az elismerésért bélcsoport betegségek esetén széles körben alkalmazzák a passzív hemagglutinációs reakciót (RPHA) a tífuszbaktériumok részleges antigénjeivel. Az RPGA nagy érzékenységgel és specificitással rendelkezik, és a betegség 5. napjától pozitív. A tífuszban, paratífuszban és O-antigén szalmonellózisban szenvedő betegek minimális diagnosztikai titere 1:200. A reakciót idővel követjük, hogy meghatározzuk az antitest-titer növekedését.
Módszerek a tífusz és paratífusz bakteriális hordozásának laboratóriumi diagnosztizálására. A széklet, a vizelet és a nyombéltartalom bakteriológiai vizsgálatát általánosan elfogadott módszerek szerint végezzük. A legjobb eredményt a szelenit közeg használata éri el.
A bakteriális izolálás gyakorisága miatt gyakran nem lehet izolálni a kórokozót. A tífusz bacilusok hordozóinak túlnyomó többségében Vi-antigént tartalmazó mikrobák találhatók, ezért Vi-antitestek jelennek meg az akut és krónikus hordozók vérében (a betegek vérében ritkábban fordulnak elő). A reakció diagnosztikus titere 1:20 vagy magasabb. A Vi-agglutinációs reakcióval (hevített szérummal) párhuzamosan a Widal-reakciót (natív szérummal) H- és O-tífusz diagnosztikával végezzük. A tífuszbaktériumok hordozóinak szérumában az esetek 60-80%-ában 1:200-1:800 titerű H-antitestek találhatók. A H- és Vi-antitestek kombinációjának jelenléte különleges diagnosztikai érték a tífuszbacilusok hordozóinak azonosításában.
Tól től további módszerek A tífuszbacilusok hordozásának kimutatására végzett vizsgálatok során bőrallergia tesztet végeznek tífinnel, valamint RPGA-t a Vi-antigénnel.
Így a tífusz-paratífuszos betegségek elleni küzdelem sikerességének fontos feltétele a fertőzések forrásának korai és teljes azonosítása és semlegesítése. Jelenleg tífusz szórványosan fordul elő. Ugyanakkor a betegség lefolyása rövidebb, és nem kíséri a klasszikus forma összes jellemző tünete, ami megnehezíti a klinikai felismerést.
A fentiek kapcsán fontossá válik az átfogó laboratóriumi vizsgálat.
Bakteriológiai kutatások felhasználási lehetőségei ben szem betegségek korlátozza a kóros fókusz hozzáférhetősége. Ha a szem hátsó szegmensében helyezkedik el, a kutatáshoz szükséges anyag beszerzése gyakran nagyon nehéz, és ilyen esetekben természetesen kizárt a bakteriológiai diagnózis lehetősége. A bakteriológiai diagnosztika fő alkalmazási területe a szemészeti gyakorlatban a szem külső részének megbetegedései, valamint a behatoló sebek, amelyek során kutatási anyag nyerhető. sebészi kezelés sebek vagy idegen test eltávolításakor. Általában meg kell jegyezni, hogy mikor sebészeti beavatkozások Jelentősen bővül a bakteriológiai anyag beszerzési lehetőségeinek köre.
Anyag beszerzése a kutatáshoz
A kötőhártyazsákból anyag kinyeréséhez platinahurkot használnak (ha nem áll rendelkezésre, használhat elektromos tűzhely spirálmenetéből készült hurkot, vagy más eszközt (üvegrúd, spatula stb.), amely először kalcinálással alkoholégő lángjában visszahúzva hűtött hurokkal ragadjon meg egy kötőhártya-váladékot az alsó fornix mélyéből Ebben az esetben kerülni kell a hurok érintését bőr és a szemhéjak széle, hogy ne kerüljön idegen mikroflóra az anyagba. Az anyagot a kezelés megkezdése előtt és a kezelés elején célszerű bevenni. reggeli órák amikor a váladékozás bőségesebb. Nyálka és genny hiányában (például egészséges kötőhártya műtét előtti vizsgálatakor) könnyfolyadékot kell használni, vagy a kötőhártya felületét enyhén le kell kaparni (Lindner szerint). De ilyen esetekben érdemesebb Elynnig technikáját alkalmazni: Pasteur pipettával cseppensünk egy csepp steril sóoldatot vagy húslevest a kötőhártyazsákba, és néhány másodperc múlva szívjuk ki ezt a cseppet.
Ugyanez szerint Általános szabályok nyersanyagot a könnyzsákból, kinyomva annak tartalmát, valamint fekélyes blepharitis esetén a szemhéj széléről, először eltávolítva a fekélyről a kérget.
Nagy körültekintést igényel a szaruhártya anyagának levétele, különösen kúszó szaruhártyafekély esetén. A hurkot (vagy más tompa műszert) ferdén a fekély felületére kell irányítani, és a progresszív szélétől kell anyagot venni. Ehhez érzéstelenítés (3 csepp 1%-os dikain) és rögzítés szükséges. szemgolyó.
A szem behatoló sebeinek kutatási anyagaként használhatja a sebváladékot (ha van), hurokkal vagy géztamponnal rögzítve, az elülső kamra szúrásával vagy extrahálásával. idegen test, amelyet steril tubusba helyezünk 1-2 ml fiziológiás oldattal. A kémcső felrázása után az oldatot tesztelésre használjuk.
Az elülső kamrából paracentézis során vagy szúrással vágóműszerrel nyerhető a kutatáshoz szükséges anyag. A szaruhártya érzéstelenítése (3 csepp 1%-os dikainoldat) és a szemgolyó ferdén a limbusnál történő rögzítése után fecskendőtűt fecskendezünk be, szúrjuk az elülső kamrába (vigyázzunk, hogy ne sérüljön meg az írisz és a lencsekapszula!) és 0,3 az elülső kamra tartalmának ml-ét kiszívjuk.
Endoftalmitis esetén szükség lehet az anyag beszerzésére üvegszerű. A szemgolyó szúrását érzéstelenítés után (1 ml 2% -os novokainoldat a kötőhártya alatt) végezzük éles tűvel, meglehetősen széles lumennel, és közelebb fecskendezzük az egyenlítőhöz. 0,3-0,5 ml intraokuláris tartalom leszívása történik.
A kapott anyagot tanulmányozzák a mikroba azonosítására és típusának meghatározására (mikrobiológiai diagnózis). Az anyag tanulmányozható:
- üveglemezen (bakterioszkópos módszer);
- haszonnövényekben (a tényleges bakteriológiai módszer);
- állatkísérletben (biológiai módszer).
Bakterioszkópos módszer
bármely szemkórházban használható egyszerű laboratóriumi felszereléssel és néhány reagenssel.
Ehhez a következőkre van szükség:
- fém hurok;
- tiszta üveglapok (tiszta üvegen egy csepp víz szétterül, és nem ölt gömb alakút);
- fürdő üvegcsúszdák tartóival (üvegrudak vagy vastag rézhuzal);
- desztillált víz;
- alkohol;
- csipesz;
- szűrőpapír;
- Lugol-oldat (1 g jód, 2 g kálium-jodid, 300 ml desztillált víz);
- festékoldatok (lehetőleg gumidobozos pipettával lezárt palackokban).
A tisztításhoz az új poharakat 1%-os szódaoldatban felforraljuk (hamu is használható), majd enyhe vízzel kimossuk. sósavés újra vízzel. A használt poharakat 1-2 órára kénsavba tesszük, majd szódaoldatban felforraljuk, vízzel mossuk és 96°-os alkoholba mártjuk. A poharakat vagy alkoholban, vagy az alkohol letörlése után szárazon, csiszolt dugós üvegekben tároljuk.
A leggyakrabban használt festékek: Ziehl karbol fukszin (bázis fukszin 1 g, kristályos karbolsav 5 g, alkohol 96° 10 ml, glicerin - néhány csepp, desztillált víz 100 ml). A színezéshez a Tsilya fukszint általában 10-szer hígítják desztillált vízzel (hígított vagy vizes fukszinnal). Metilénkék (metilénkék 10 g, alkohol 96° 100 ml). Leffler alkálikéket készítenek belőle ( alkoholos oldat kék 30 ml, 1% kálium vagy nátrium lúg 1 ml, desztillált víz 100 ml). Karbolos enciánibolya (ugyanúgy elkészítve, mint a Ziehl-féle karbolos fukszin).
A mikrobákat élőben (a „zúzott” és „függő csepp” módszerekkel) vagy elpusztítják (színes készítményben) vizsgálják. Az élő vizsgálatok elsősorban a mikrobák aktív mozgási képességét tárják fel, míg a festett készítmények morfológiájuk alapos tanulmányozását teszik lehetővé.
Vannak egyszerű festési eljárások, amikor általában egy festéket használnak, és összetett festési eljárások, amelyek feltárják a mikrobasejt fizikai-kémiai szerkezetének bizonyos jellemzőit, és ezért differenciáldiagnosztikai értékkel bírnak.
A színes készítmények elkészítésének technikája a következő. Az anyagot tiszta üveglemezre visszük fel, és kör vagy ovális alakban egyenletesen elosztjuk a felületen. A kenetnek elég vékonynak kell lennie. Ha sűrű genny van, először csepegtessen egy csepp desztillált vizet egy tárgylemezre, és keverje össze az anyagot ebben a cseppben. A kenetet levegőn szárítjuk. A megszáradt készítménnyel ellátott poharat a széleinél fogva egy nagy mutatóujjait húzza felfelé és rögzítse úgy, hogy háromszor átengedi az alkoholégő lángján (világos és sötét részei határán). Megfelelő rögzítés esetén enyhe égő érzés érezhető az ujjakban. A rögzített kenet foltos. Számos készítményt készítenek, legalább kettőt, amelyek közül az egyik festett egyszerű módon (metilénkék Leffler, hígított fukszin Ziehl), a másik - a Gram-módszer szerint.
Loeffler festés:
- Helyezzen egy darab szűrőpapírt a kenetre, és öntse bele Leffler-kék oldatát 3-5 percig;
- a készítményt desztillált vízzel mossuk és szárítjuk.
Gram-festés:
- egy darab szűrőpapírt helyezünk a kenetre, amelyre enciánibolya oldatot öntünk 1-2 percig;
- engedje le a festéket, távolítsa el a papírt, és vízzel történő öblítés nélkül öntse bele a Lugol-oldatot 1 percig; ugyanakkor a kenet feketévé válik;
- ürítse ki a Lugol oldatot, és fehérítse alkohollal a kenetet ( Jobb út merítse a gyógyszert egy pohár alkoholba, amíg a lila patakok megszűnnek kijönni);
- alaposan öblítse le vízzel;
- töltse fel a kenetet hígított fukszinnal 1-2 percig;
- ürítse le a festéket, mossa le a készítményt vízzel és szárítsa meg.
Egy kényelmes Gram-módszer, amelyet Sinev módosított, és azt javasolta, hogy használjanak előre elkészített szűrőpapírdarabokat, amelyeket enciánibolya oldatba áztattak és szárítottak. Először 2-3 csepp vizet csepegtetünk a kenetre, majd ezeket a papírdarabokat helyezzük el. Ezután járjon el a fent leírtak szerint.
A kenetek mikroszkópos vizsgálata merülőlencsével történik. A Loeffler szerinti festéskor minden mikroba megfestődik Kék szín; Gram-festéssel megfestve vagy kék-lila (Gram-pozitív mikrobák) vagy vörös (Gram-negatív mikrobák).
A külső szem betegségeiben szerepet játszó mikrobák korlátozott száma és jellegzetes morfológiai sajátosságai gyakran lehetővé teszik a helyes mikrobiológiai diagnózis felállítását pusztán bakterioszkópos vizsgálat segítségével.
Bakteriológiai módszer
Olyan esetekben válik szükségessé, amikor a kenetek vizsgálata nem elegendő a mikroba típusának megállapításához, vagy meg kell határozni az izolált kórokozó antibakteriális gyógyszerekkel szembeni érzékenységét.
Hivatkozva a bakteriológiai módszer részletes bevezetésére a speciális mikrobiológiai kézikönyvekre, itt csak ennek a módszernek az alapelvein fogunk kitérni. A munka első szakasza az azonosítástól függ egyes fajok mikrobák, azaz tiszta kultúrák előállítása érdekében. Ennek érdekében a vetés során az anyag mechanikai leválasztását és a feltételezett kórokozók (elektív táptalaj) kifejlődésére legalkalmasabb közeg alkalmazását veszik igénybe. A táptalajon nevelt egyedi telepek újraoltásával tiszta tenyészetet kapunk, amelyet mikroszkóp alatt megvizsgálunk (keneteket készítünk), majd differenciáldiagnosztikai táptalajra tenyésztjük, hogy tanulmányozzuk a kórokozó biokémiai tulajdonságait.
A legtöbb szempatogén mikrobával szembeni nagy igény a tenyésztési körülmények között ahhoz vezetett, hogy izolálásukra elsősorban a natív fehérjét tartalmazó szelektív táptalajokat használják. Ilyen például az Elschnig környezet (egy rész lószérum vagy ascites folyadék és két rész húsleves), alvadt Loeffler szérum (három rész szérum és egy rész húsleves 1% pepton, 0,5% NaCl és 1% glükóz), Leventhal véragar (agar és 5-10% defibrinált vér).
Ami a mikrobák antibiotikumokkal szembeni érzékenységét illeti, a legegyszerűbb módszer erre a meghatározásra speciálisan gyártott szűrőpapír korongok használata, amelyeket antibiotikus oldatokba áztatnak és vákuumban szárítanak. A kutatáshoz szükséges anyagot (genny, pont, kinyert idegen test) steril csőbe helyezzük sóoldat(1,5-2 ml). Felrázás után a folyadékot Petri-csészékbe öntjük, lehetőleg kettőbe - az egyik cukor-agarral, a másik véragarral -, és rázatással egyenletesen elosztjuk a táptalaj felületén. Ezután az agar felületére egymástól és az edények szélétől 2 cm távolságra különböző antibiotikumokat tartalmazó korongokat helyezünk. Az edényeket termosztátba helyezzük (37°C), és másnap a korongok körüli növekedést gátló zóna nagysága alapján ítéljük meg a mikroba érzékenységének mértékét a vizsgált antibiotikumokkal szemben. A növekedésgátló zóna hiánya a mikroba érzéketlenségét jelzi ezzel az antibiotikummal szemben.
Biológiai módszer
a szemészeti gyakorlatban csak olyan esetekben alkalmazzák, amikor a nehéz diagnózis miatt a toxigén tulajdonság döntő lehet a mikroba típusának meghatározásában (pl. megkülönböztető diagnózis diftéria bacillus és xerosis bacillus).
Vírusos szembetegségek laboratóriumi diagnosztikája
Jelenleg a vírusok, köztük a trachoma vírus (77. ábra) speciális vizsgálatát végzik szövettenyészetekben (csirkeembrió, egér ascites carcinoma stb.) és elektronmikroszkóppal történő tenyésztéssel.
Rizs. 77. Sejtzárványok trachomában.
BAN BEN klinikai gyakorlat A trachoma diagnosztizálására a kötőhártya-kaparék citológiai vizsgálatának módszerét alkalmazzák a Provacek-Halberstadter testek (zárványok) jelenlétére vagy hiányára. Ehhez egy tompa szikével vagy egy tárgylemez szélével kaparjuk le a kötőhártya hámborítását (vér nélkül), amelyet felhelyezünk. vékonyréteg tárgylemezen, levegőn szárítva 5 percig, és 15-20 percig süllyesztve rögzítve egy pohárban metil-alkohol vagy Nikiforov keveréke (etil-éter és abszolút alkohol egyenlő mennyiségben). A festést 3-4 órán belül frissen készített Romanovsky-Giemsa festékoldattal végezzük (egy csepp festék per 1 ml desztillált víz). Ezután a készítményt folyó vízzel mossuk, levegőn szárítjuk és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. Ebben az esetben a hámsejtek magjai megfestődnek rózsaszín szín, protoplazma - világoskék színben, zárványok - kék, kék-ibolya színben (77. ábra). Ez utóbbiak finom szemcsés tömeg között elhelyezkedő coccoid formációk formájában jelennek meg, és a trachomatous vírus hordozóiként ismerik fel. Gyakrabban fordulnak elő a kezeletlen trachoma friss eseteiben, de előfordulhatnak paratrachomális kötőhártya-gyulladás esetén is.
Kutatás utóbbi években azonosított új egyenruha fertőző vírusos betegség szem - járványos keratoconjunctivitis, és a kötőhártya-kaparék citológiai vizsgálata ebben a betegségben lehetővé tette a hámsejtek sajátos zárványainak kimutatását, amelyek teljesen különböznek Prsvaček testétől (B. L. Polyak, N. V. Ploshinskaya).
Kultúrakutatási módszer egy bizonyos típusú baktérium izolálása tápközegből tenyésztéssel, utólagos fajmeghatározással. A baktériumok típusát szerkezetük, kulturális és környezeti adataik, valamint genetikai, biokémiai és biológiai mutatók figyelembevételével határozzák meg. A bakteriológiai diagnosztika elvégzéséhez az Egészségügyi Minisztérium által jóváhagyott sémákat használnak.
A tápközegből izolált új baktériumfajokat, amelyek tulajdonságait még nem határozták meg, ún tiszta kultúra. Jellemzőik végleges azonosítása után egy bizonyos helyről és egy adott időpontban izolált baktériumokat nevezik el törzs. Ebben az esetben egy faj egy törzsének tulajdonságaiban, izolálási helyében vagy idejében kisebb eltérések megengedettek.
A módszer célja:
1. Etiológiai diagnózis, azaz tiszta baktériumkultúra izolálása és azonosítása.
2. A mikroorganizmusok számának és speciális jellemzőinek meghatározása. Például, specifikus reakció antibiotikumokra.
3. A mikroorganizmusok intragenerikus különbségeinek azonosítása epidemiológiai és genetikai összetevőik alapján. Ez szükséges a benne izolált mikroorganizmusok közösségének meghatározásához különböző helyekenÉs különböző feltételek, ami epidemiológiai szempontból fontos.
Ez a kutatási módszer bizonyos számú szakaszból áll, amelyek különböznek az aerob, a fakultatív és az obligát aerob baktériumok esetében.
Tiszta kultúra fejlesztése aerob és fakultatív aerob baktériumok számára.
1. szakasz
A) Előkészítő tevékenységek. Ez a szakasz magában foglalja az anyag összegyűjtését, tárolását és szállítását. Szükség esetén a vizsgált baktérium tulajdonságaitól függően feldolgozható is. Például, amikor az anyagot tuberkulózisra vizsgálják, lúgos vagy savas oldatokat használnak a saválló mikrobaktériumok azonosítására.
B) Dúsítás. Ez a szakasz nem kötelező, és akkor kell elvégezni, ha a vizsgált anyagban lévő baktériumok száma nem elegendő egy teljes értékű vizsgálat elvégzéséhez. Például egy vértenyészet izolálásakor a vizsgált vért 1:10 arányban táptalajba helyezik, és 24 órán át 37 °C-on tárolják.
BAN BEN) Mikroszkópia. A vizsgált anyag kenetét megfestik és mikroszkóp alatt megvizsgálják - megvizsgálják a mikroflórát, tulajdonságait és mennyiségét. A jövőben külön el kell különíteni az összes benne lévő mikroorganizmust az elsődleges kenetből.
G) Külön telepek létrehozása. Az anyagot egy speciális, szelektív közeget tartalmazó csészére hordjuk fel, ehhez hurkot vagy spatulát használunk. Ezután helyezze a csészét fejjel lefelé, hogy megvédje a telepeket a páralecsapódástól, és tárolja termosztátban körülbelül 20 órán keresztül, miközben a hőmérsékletet 37 °C-on tartja.
Fontos! Emlékeztetni kell arra, hogy a kutatási folyamat során be kell tartani az elkülönítés szabályait. Egyrészt a vizsgált anyag és az eltávolítandó baktériumok védelme, másrészt a környező személyek fertőzésének megakadályozása, ill. külső környezet.
Ami az opportunista mikroorganizmusokat illeti, eltávolításukkor mennyiségi jellemzőik fontosak. Ebben az esetben kvantitatív oltást végeznek, amelyben az anyag több százszoros hígítását hajtják végre izotóniás nátrium-klorid oldatban. Ezt követően az oltást 50 μl-es Petri-csészékben végezzük.
2. szakasz
A ) A tápközegben lévő telepek morfológiai tulajdonságainak vizsgálata és mikroszkópos vizsgálata. Megvizsgálják a csészéket, és feljegyzik a mikroorganizmusok tulajdonságait, számukat, növekedési sebességüket, és feljegyzik a legmegfelelőbb táptalajt. A vizsgálathoz a legjobb a központhoz közelebb eső telepeket kiválasztani, és ha többféle tiszta tenyészet képződik, akkor mindegyiket külön tanulmányozza egy tenyészet morfotípusos tisztaságának vizsgálatához, használjon kenetet a telepről, festse meg (általában). Gram-módszerrel vagy bármilyen mással) és alaposan mikroszkóppal.
B) A tiszta kultúra felhalmozódása. Ehhez az összes morfotípusú telepet külön kémcsövekbe helyezzük tápközeggel, és termosztátban tartjuk egy bizonyos hőmérsékleten (a legtöbb mikroorganizmus számára a 37 o-os hőmérséklet megfelelő, de bizonyos esetekben ettől eltérő is lehet).
A felhalmozódást biztosító tápközeg gyakran a Kligler-féle tápközeg. A kémcsövekben „lejtős” megjelenésű, ahol 2/3-a oszlop alakú, 1/3-a ferde felületű, világospiros színű. Összetett:
· IPA
· 0,1% glükóz
· 1% laktóz
· Speciális reagens hidrogén-szulfidhoz
· Fenolvörös indikátor.
3. szakasz
A) A növekedés szintje és a kultúra tisztasága. Általában a kapott tiszta tenyészet egyenletes növekedésű, és mikroszkópos vizsgálat alapján a sejtek azonos morfológiai és színszerkezetűek. De vannak olyan baktériumok, amelyek kifejezett pleoforizmussal rendelkeznek, és vannak különböző morfológiai szerkezetű sejtek.
Ha táptalajként Kligler-féle táptalajt használtunk, akkor a biokémiai jellemzőket az oszlop és a ferde rész színének változása határozza meg. Például, ha a laktóz lebomlik, a ferde rész sárgul, ha a glükóz, az oszlop sárgává válik; Ha hidrogén-szulfidot állítanak elő, a szulfát vas-szulfiddá alakulása miatt elfeketedik.
Amint az ábrán látható, a Kligler-féle közeg hajlamos megváltoztatni a színét. Ennek oka, hogy a nitrogéntartalmú anyagok baktériumok általi lebontása és lúgos termékek képződése heterogén módon megy végbe mind az oszlopban (anaerob körülmények), mind a ferde felületen (aerob körülmények).
Aerob környezetben (lejtős felület) több aktív oktatás lúgos, mint anaerob környezetben (oszlop). Ezért, amikor a glükóz bomlik, a ferde felületen lévő sav könnyen semlegesíthető. De a laktóz bomlása során, amelynek koncentrációja sokkal magasabb, a savat nem lehet semlegesíteni.
Ami az anaerob környezetet illeti, nagyon kevés lúgos termék keletkezik, így itt megtekintheti, hogyan fermentálódik a glükóz.
Rizs. Kligler táptalaj:
1 – forráskörnyezet,
2 – magasság E. coli,
3 - magasság S. paratyphi B,
4 – magasság S. Typhi.
E.coli elősegíti a glükóz és a laktóz lebomlását gázok képződésével, nem termel hidrogént . A teljes táptalaj sárgulását okozza, törésekkel.
S. paratyphi – elősegíti a glükóz lebomlását gázok képződésével, laktóz negatív. A ferde rész színe nem változik, az oszlop megsárgul.
S. paratyphi A- nem termel hidrogén-szulfidot.
S. paratyphi B – hidrogén-szulfid képződik (fekete szín jelenik meg az injekció előrehaladtával).
S. typhi – a glükóz gázképződés nélkül lebomlik, hidrogén-szulfid keletkezik, laktóz-negatív. A ferde rész nem változtatja meg a színét, az oszlop sárgává, a közeg pedig feketévé válik az injektálás előrehaladtával.
Shigella spp.- laktóz negatív, glükóz pozitív, hidrogén-szulfid nem termelődik. Az oszlop megszerzi sárga árnyalat, és a ferde rész ugyanaz marad.
B) A tiszta kultúra végső azonosítása és az antibiotikumokra adott válasza. Tovább ezen a ponton Tanulmányozzák a tenyészet biokémiai, biológiai, szerológiai és genetikai tulajdonságait.
A kutatási gyakorlatban nincs szükség a mikroorganizmusok tulajdonságainak teljes skálájának tanulmányozására. Elegendő a legegyszerűbb tesztek alkalmazása annak megállapítására, hogy a mikroorganizmusok egy adott fajhoz tartoznak-e.
Bakteriológiai kutatási módszer (BLMI)– tiszta baktériumkultúrák izolálására épülő módszer táptalajon történő tenyésztéssel, és a mikroorganizmusok morfológiai, tenyésztési, biokémiai, genetikai, szerológiai, biológiai, környezeti jellemzőinek vizsgálatán alapuló fajok szerinti azonosításán alapuló módszer.
A fertőzések bakteriológiai diagnózisát az Egészségügyi Minisztérium által jóváhagyott szabványos diagnosztikai sémák alkalmazásával végzik.
Tiszta kultúra - egy faj táptalajon nevelt baktériumai, amelyek tulajdonságait vizsgáljuk.
Szűrd le– egy meghatározott forrásból izolált, egy fajhoz tartozó mikroorganizmusok azonosított tiszta kultúrája pontos idő. Az azonos fajhoz tartozó törzsek biokémiai, genetikai, szerológiai, biológiai és egyéb tulajdonságaiban, valamint az izolálás helyében és időpontjában jelentéktelen mértékben eltérhetnek egymástól.
BLMI gólok:
1. Etiológiai diagnózis felállítása: tiszta mikroorganizmustenyészet izolálása és azonosítása.
2. Meghatározás további tulajdonságok például egy mikroorganizmus érzékenysége antibiotikumokra és bakteriofágokra.
3. A mikroorganizmusok számának meghatározása (fontos az UPM okozta fertőzések diagnosztizálásában).
4. Mikroorganizmusok tipizálása, azaz intraspecifikus különbségek meghatározása vizsgálat alapján genetikaiÉs epidemiológiai(fág és szerovarok) markerek. Ezt epidemiológiai célokra használják, mivel lehetővé teszi a különböző betegektől és különböző környezeti objektumokból izolált mikroorganizmusok közösségének megállapítását különböző kórházakban és földrajzi régiókban.
A BLMI több szakaszból áll, különbözik az aerobok, a fakultatív anaerobok és az obligát anaerobok esetében.
I. A BLMI szakaszai az aerobok és a fakultatív anaerobok tiszta kultúrájának izolálásában.
Színpad.
A. Anyaggyűjtés, szállítás, tárolás, előfeldolgozás. Néha a vetés előtt az anyag szelektív feldolgozását végzik, figyelembe véve az izolált mikroorganizmus tulajdonságait. Például a köpet vagy más anyag saválló Mycobacterium tuberculosis jelenlétének vizsgálata előtt az anyagot savak vagy lúgok oldatával kezelik.
B. Vetés dúsító közegben(ha szükséges), akkor kell elvégezni, ha a vizsgálati anyag kis számú baktériumot tartalmaz, például vértenyészet izolálásakor. Ehhez a lázmagasságban vett nagy térfogatú vért (8-10 ml felnőtteknél, 4-5 ml gyermekeknél) 1:10 arányban oltják a táptalajba (a baktériumölő vér hatásának leküzdésére). tényezők); a termést 37 0 C-on 18-24 órán át inkubáljuk.
B. A vizsgált anyag mikroszkópos vizsgálata. A vizsgált anyagból kenetet készítenek, Grammal vagy más módszerrel megfestik, és mikroszkóp alatt megvizsgálják. Felmérik a jelenlévő mikroflórát és mennyiségét. A további vizsgálatoknak el kell különíteniük a kezdeti kenetben jelenlévő mikroorganizmusokat.
D. Vetés táptalajra, hogy izolált telepeket kapjunk. Az anyagot hurokkal vagy spatulával mechanikus elválasztás módszerével egy differenciáldiagnosztikai vagy szelektív táptalajt tartalmazó edényre oltják, hogy izolált telepeket kapjanak. Vetés után a csészét fejjel lefelé fordítjuk (hogy elkerüljük a telepek kondenzvízcseppekkel való elkenését), feliratozzuk és 18-24 órára 37 0 C-os termosztátba helyezzük.
Emlékeztetni kell arra, hogy a mikrobakultúrák vetésekor és újravetésekor a dolgozónak ügyelnie kell az aszepszis szabályainak betartására a táptalaj szennyeződésének, mások fertőzésének és önfertőzésének megelőzése érdekében!
Opportunista mikroorganizmusok által okozott fertőzések esetén, ahol a kóros anyagban jelenlévő mikroorganizmusok száma fontos, az anyag mennyiségi beoltása történik, amelyre az anyag 100-szoros hígításának sorozata (általában 3 hígítás) történik. először steril izotóniás nátrium-klorid oldatot készítenek kémcsövekben. Ezt követően minden hígításból 50 μl-t vetünk Petri-csészékben lévő táptalajra.
Színpad.
A. Kolóniák morfotípusainak vizsgálata táptalajon, mikroszkópiájuk.Átnézik az edényeket, és megjegyzik az optimális tápközeget, a növekedési sebességet és a mikroorganizmusok növekedési mintáját. Válaszd a tanulást elszigetelt telepek a stroke mentén, közelebb a központhoz. Ha többféle kolónia nő, mindegyiket külön-külön vizsgáljuk meg. A telepek jeleit értékeljük (7. táblázat). Ha szükséges, a terményeket tartalmazó edényeket nagyítón keresztül vagy kis nagyítású lencsével és szűkített membránnal rendelkező mikroszkóp segítségével nézzük meg. Ehhez a különböző morfotípusú telepek színezési tulajdonságait vizsgáljuk, a vizsgált telep egy részét előkészítjük kenet, Gram-mal vagy más módszerrel megfestjük, mikroszkóposan meghatározzuk a tenyészet morfológiáját és tisztaságát hozzávetőleges RA az üvegen polivalens szérumokkal.
B. A tiszta kultúra felhalmozódása. A tiszta tenyészet felhalmozásához az összes morfotípusú izolált telepet ferde agarral vagy más tápközeggel külön csövekbe újra beoltják, és termosztátban +37 0 C-on inkubálják (ez a hőmérséklet a legtöbb mikroorganizmus számára optimális, de ettől eltérő lehet, pl. példa, Campylobacterium spp.– +42 0 C, Candida spp. És Yersinia pestis – +25 0 C).
A Kligler-féle táptalajt általában enterobaktériumok akkumulációs tápközegeként használják.
A Kligler-féle táptalaj összetétele: MPA, 0,1% glükóz, 1% laktóz, hidrogén-szulfid reagens (vas-szulfát + nátrium-tioszulfát + nátrium-szulfit), fenolvörös indikátor. A táptalaj kezdeti színe bíborvörös, a táptalaj kémcsövekben „lejtett”: oszlopos (2/3) és ferde felületű (1/3).
A Kligler-féle táptalajba történő vetés úgy történik, hogy a felületet csíkozzuk és oszlopba szúrjuk.
Színpad.
A. Az akkumulációs táptalajon történő növekedés számítása, a tenyészet tisztaságának felmérése egy Gram-kenetben Megjegyzés növekedési minta elszigetelt tiszta kultúra. A vizuálisan tiszta kultúrát egyenletes növekedés jellemzi. Nál nél mikroszkópos vizsgálat Az ilyen tenyészetből készített festett kenet morfológiailag és színtanilag homogén sejteket tár fel különböző látómezőkben. Azonban bizonyos típusú baktériumokban rejlő kifejezett pleomorfizmus esetén a tiszta tenyészetből származó kenetek egyidejűleg tartalmazhatnak különböző morfológiájú sejteket.
Ha akkumulációs közegként Kligler-féle indikátorközeget használtunk, akkor annak színváltozását az oszlopban és a ferde részben értékeljük, amelyből a biokémiai tulajdonságok: glükóz, laktóz fermentációja és hidrogén-szulfid előállítása. A laktóz bomlásakor a táptalaj ferde része sárgul, a glükóz bomlásakor az oszlop sárgává válik. Ha a cukrok bomlása során CO 2 képződik, gázbuborékok vagy oszloprepedések keletkeznek. Hidrogén-szulfid előállítása esetén a befecskendezési útvonal mentén a vas(II)-szulfát vas(II)-szulfiddá alakulása miatti feketedés figyelhető meg.
A Kligler-féle közegben bekövetkező színváltozás természetét (23. ábra) a nitrogéntartalmú anyagok mikroorganizmusok általi lebomlásának egyenlőtlen intenzitása, valamint aerob (ferde felületen) és anaerob (oszlopban) lúgos termékek képződése magyarázza. .
Aerob körülmények között a ferde felületen intenzívebb lúgképződés megy végbe, mint a közeg oszlopában. Ezért a közegben kis mennyiségben jelenlévő glükóz bomlása során a ferde felületen képződött sav gyorsan semlegesül. Ugyanakkor a közegben nagy koncentrációban jelen lévő laktóz lebomlása során lúgos ételek nem képes semlegesíteni a savat.
Az oszlopban anaerob körülmények között elenyésző mennyiségben képződnek lúgos termékek, így itt glükóz fermentációt mutatnak ki.
Rizs. 23. Kligler indikátor közeg:
1 – kezdőbetű,
2 – növekedéssel E. coli,
3– növekedéssel S. paratyphi B,
4 – növekedéssel S. typhi
E. coli a glükózt és a laktózt gázképződéssel bontja le, hidrogén-szulfidot nem termel. Az oszlop és a ferde rész sárgulását okozzák, közegtörésekkel.
S. paratyphi lebontja a glükózt gázképződéssel, laktóz negatív. Az oszlop sárgulását okozzák töréssel a ferde rész nem változtatja meg a színét és karmazsin marad. Ahol S. paratyphi B hidrogén-szulfidot termelnek (fekete szín jelenik meg az injekció előrehaladtával), S. paratyphi A hidrogén-szulfid nem keletkezik.
S. typhi gázképződés nélkül lebontják a glükózt, laktóz negatívak, hidrogén-szulfidot termelnek. Ezek hatására az oszlop törés nélkül besárgul, a ferde rész nem változtatja meg a színét és karmazsinvörös marad, a befecskendezés előrehaladtával fekete szín jelenik meg.
Shigella spp. glükóz-pozitív, laktóz-negatív, nem termelnek hidrogén-szulfidot. Ezek hatására az oszlop megsárgul (a szerovariánstól függően törésekkel vagy anélkül), a ferde rész nem változtatja meg a színét, és bíbor színű marad.
B. A tiszta kultúra végső azonosítása(az izolált mikroorganizmus szisztematikus helyzetének meghatározása a fajok vagy változatok szintjén) és az izolált tenyészet antibiotikumokkal szembeni érzékenységi spektrumának meghatározása.
A tiszta kultúra azonosításához ebben a szakaszban biokémiai, genetikai, szerológiai és biológiai jellemzők(8. táblázat).
A rutin laboratóriumi gyakorlatban az azonosítás során nincs szükség minden tulajdonság vizsgálatára. Használjon informatív, hozzáférhető, egyszerű tesztek, amely elegendő az izolált mikroorganizmus faj (variáns) azonosságának meghatározásához.
